Các kỹ thuật thử nghiệm độ nhạy cảm của kháng sinh nổi bật hiện nay

6/12/2019 2:30:00 PM
Với nhu cầu lâm sàng ngày càng tăng, người ta đã theo đuổi nhiều kỹ thuật AST mới khác nhau, dựa trên hình ảnh quang học, các bộ vi cộng hưởng và các cảm biến sinh học khác.

Các công nghệ nổi bật

Các kỹ thuật AST mới đang được các tổ chức thương mại tích cực theo đuổi, được coi là các công nghệ mới nổi cho mục đích giải thích lâm sàng. Với nhu cầu lâm sàng ngày càng tăng, người ta đã theo đuổi nhiều kỹ thuật AST mới khác nhau, dựa trên hình ảnh quang học, các bộ vi cộng hưởng và các cảm biến sinh học khác. Ví dụ, phát hiện quang học về sự phát triển của vi khuẩn thông qua chiều dài tế bào, tán xạ ánh sáng và đo sự thay đổi biên độ dao động của hạt từ tính đã được đưa ra. Sử dụng các bộ vi cộng hưởngđể phát hiện biến động nano liên quan đến sự phát triển của vi khuẩn. Định lượng các dấu hiệu phân tử hoặc sinh hóa, như 16SrRNA, ATP và luciferase, trong các tế bào vi khuẩn cũng đang được sử dụng kỹ thuật AST nhanh chóng. Những phương pháp này có thể cải thiện đáng kể các công nghệ AST thương mại hiện tại, nhưng vẫn dựa vào nuôi cấy, không áp dụng phổ biến cho vi khuẩn kỵ khí, vi khuẩn phát triển chậm và vi sinh vật không nuôi cấy được. Ngoài ra, hầu hết các công nghệ mới nổi này vẫn yêu cầu các bước chuẩn bị mẫu và xử lý sơ bộ đáng kể, chẳng hạn như làm giàu vi khuẩn từ mẫu bệnh nhân và ly giải tế bào để xác định dấu hiệu sinh hóa.

Kỹ thuật AST dựa trên hình ảnh

Kính hiển vi kỹ thuật số tự động đa kênh (MADM) là kính hiển vi tự động đang được phát triển để cung cấp nhận dạng nhanh và AST của các mẫu lâm sàng. MADM tách tế bào vi khuẩn khỏi các chất khác trong các mẫu lâm sàng (ví dụ: máu hoặc nước tiểu) bằng cách sử dụng bộ lọc gel và gắn tế bào vi khuẩn tinh khiết lên bề mặt cảm biến bề mặt bằng cách sử dụng tải điện động học. Sau khi gắn bề mặt, “lai tại chỗ phát huỳnh quang” (FISH) các đầu dò được sử dụng để xác định các tế bào vi khuẩn trong vòng một giờ, sau đó là AST. Để thực hiện AST, MADM đo lường sự phát triển của vi khuẩn cứ sau 10 phút khi các tập hợp vô tính nhân lên trong môi trường Mueller-Hinton. Vì các tế bào kháng thuốc sẽ phát triển trong môi trường Mueller-Hinton với kháng sinh và các tế bào nhạy cảm sẽ bị ức chế hoặc bị tiêu diệt, sự mở rộng và đo khối lượng vô tính theo thời gian (so với kiểm soát tăng trưởng) được sử dụng để tạo đường cong tăng trưởng và xác định độ nhạy cảm. MADM cũng sử dụng phân tích hình ảnh hình thái tế bào để phân biệt các loài vi khuẩn trong nhiễm trùng đa bào.Do đó, mở rộng khả năng lâm sàng và giảm chi phí của nhiều thử nghiệm. Trong khi phương pháp hình ảnh MADM để đo tốc độ tăng trưởng của vi khuẩn nhanh hơn so với phương pháp truyền thống và thể hiện một bước tiến đáng kể so với các công cụ thương mại hiện nay, tính chất chung đối với tất cả các loại kháng sinh vẫn được giải quyết.

Khả năng khác của công cụ hình ảnh kỹ thuật AST nhanh chóng là phân tích hình thái đơn bào (SCMA). SCMA sử dụng kính hiển vi trường ánh sáng để xác định sự thay đổi hình thái do kháng sinh trong các tế bào vi khuẩn đơn và khả năng AST nhanh chóng. Chụp các hình ảnh bằng thuật toán xử lý hình ảnh tự động để định lượng diện tích và số lượng tế bào vi khuẩn đang phát triển. Các quy trình thuật toán phân loại bao gồm một số đặc điểm hình thái để tạo ra dữ liệu tính mẫn cảm với thuốc kháng sinh. Một kỹ thuật hình ảnh quang học khác là ocelloScope, dựa trên hình ảnh tăng trưởng của quần thể tế bào vi khuẩn trong một mẫu chất lỏng với kháng sinh trong một khoảng thời gian. Ghi lại các hình ảnh sau đó xử lý bằng các thuật toán hình ảnh để định lượng sự thay đổi trong các tế bào thông qua sự xâm lấnbởi quần thể tế bào ngày càng tăng. Tuy nhiên, không giống như các phương pháp hình ảnh có độ phân giải cao khác, oCelloScope không thu được các tế bào riêng lẻ, mà là các tế bào của chất lỏng trong quần thể đó và vì vậy loại bỏ sự cần thiết phải gắn các tế bào vi khuẩn lên bề mặt trơ.

AST nhanh chóng sử dụng một công cụ dựa trên hình ảnh mới nổi

a) So sánh sơ đồ AST truyền thống bằng việc sử dụng vi lọc môi trường và chứng minh AST dựa trên hình ảnh cho thấy cách theo dõi các phân chia tế bào đơn lẻ có thể tạo ra kết quả nhanh chóng so với các công cụ mật độ quang học truyền thống (OD) bị giới hạn bởi độ nhạy của chúng để chỉ đo nồng độ vi khuẩn cao hơn.

b) Thiết lập một đĩa 96 lỗ biến đổi thành chip agarose microfluidic để bổ sung cùng lúc cả vi khuẩn và kháng sinh, sau đó là hình ảnh hiển vi.

c) Sơ đồ các bước liên quan đến việc bổ sung vi khuẩn, kháng sinh và chụp ảnh khu vực cục bộ để quan sát những thay đổi. Từ Choi J, Yoo J, Lee M, Kim E-G, Lee JS, Lee S, et al. Một phép thử độ nhạy cảm với kháng sinh nhanh chóng dựa trên phân tích hình thái đơn bào. Sci Transl Med 2014; 6: 267ra174 In lại với sự cho phép của AAAS.

Kết nối các công cụ dựa trên hình ảnh với microfluidics đã được báo cáo cho AST nhanh chóng. Các tế bào vi khuẩn được chụp đầu tiên trong các kênh vi lỏng, các kênh siêu nhỏ hoặc các giọt nhỏ và sau đó có hình ảnh để phát hiện các thay đổi về số lượng, kích thước, hình thái và khả năng sống sót của tế bào có kháng sinh để thực hiện kỹ thuật AST. Phương pháp tiếp cận hình ảnh mới, chẳng hạn như đo lường sự thay đổi tần số quay của hạt từ tính (tỷ lệ thuận với khối lượng tế bào) và tải điện động của các tế bào đơn, áp dụng AST bằng máy ảnh điện thoại thông minh và các thiết bị hình ảnh khác .

Mặc dù các công cụ AST dựa trên hình ảnh rút ngắn thời gian phát hiện từ vài ngày xuống còn vài giờ, nhưng các công nghệ này vẫn sử dụng các phương pháp phụ thuộc nhân rộng có bước nuôi cấy sơ cấp (ví dụ: tăng trưởng từ chai cấy máu hoặc tăng trưởng trên đĩa nuôi cấy sơ cấp). Những phụ thuộc này giới hạn việc áp dụng các phương pháp dựa trên hình ảnh về các mầm bệnh phát triển chậm, chẳng hạn như mycobacterium tuberculosis. Để thực hiện AST trực tiếp trên mầm bệnh (tức là không có bước nuôi cấy) từ các mẫu lâm sàng, cần tách vi khuẩn khỏi ma trận mẫu bệnh nhân và sau đó đo thuộc tính tế bào không phụ thuộc nhân rộng.

AST không hình ảnh

Phương pháp không hình ảnh mà đo lường dấu hiệu vật lý hoặc sinh hóa của tế bào vi khuẩn đã được đưa ra cho AST. BacterioScan phát hiện tán xạ ánh sáng laser phía trước (FLLS), phân tích sự thay đổi góc trong cường độ của ánh sáng tán xạ và xác định số lượng và kích thước của các tế bào vi khuẩn lơ lửng trong dung dịch. FLLS có thể đo nồng độ vi khuẩn thấp tới 103cfu / ml, độ nhạy cao hơn các phương pháp quang học và dụng cụ tự động truyền thống khác, có thể cho phép AST nhanh chóng (trong vòng vài giờ). Công nghệ FLLS có thể thực hiện AST trực tiếp trên các mẫu nước tiểu cùng với việc chuẩn bị mẫu tối thiểu. Nhược điểm của FLLS bao gồm sử dụng phương pháp phụ thuộc nhân rộng để đo AST, không có khả năng phân biệt vi khuẩn với sự lắng đọng tế bào, thiếu độ phân giải tế bào đơn và không có khả năng phân biệt các loài vi khuẩn để phân tích đa bào.

LifeScale phát triển các bộ vi cộng hưởng cho AST nhanh chóng, trong đó các bộ vi cộng hưởng là các bộ vi điều khiển riêng lẻ. Công nghệ này đo khối lượng của các tế bào vi khuẩn khi đi qua các kênh siêu lỏng bên trong các công cụ vi điều khiển. Bộ vi cộng hưởng cho phép định lượng tế bào vi khuẩn và đo lường sự thay đổi khối lượng của từng tế bào để đánh giá tác động của kháng sinh của bộ vi cộng hưởng AST là khả năng thực hiện các phép đo khối lượng và hình thái nhạy cảm trên các tế bào vi khuẩn đơn lẻvà báo hiệu của AST trong vòng ~ 3 giờ. Tuy nhiên, vẫn thiết lập đầy đủ phương pháp tiếp cận các mẫu lâm sàng.

AST sinh hóa

Trong khi các công nghệ AST được mô tả ở trên phát hiện các đặc điểm vật lý và hình thái của vi khuẩn, các công cụ đo lường dấu hiệu phân tử và sinh hóa, chẳng hạn như thay đổi RNA, DNA và ATP của các tế bào vi khuẩn đang phát triển cũng đã được nghiên cứu. Một thử nghiệm AST (b-AST) dựa trên cảm biến sinh học do Genefluidics thực hiện để đo lường sự phát triển của vi khuẩn thông qua việc định lượng các phân tử rRNA 16s, đặc trưng cho từng loài vi khuẩn. Sau khi các đầu dò DNA lai hóa đặc biệt với các phân tử 16S rRNA, tín hiệu điện hóa cho phép khuếch đại và phát hiện định lượng. Cách tiếp cận này cho phép AST chỉ sử dụng các mẫu nước tiểu lâm sàng từ các bệnh nhân bị nhiễm trùng đường tiết niệu trong khoảng 4 giờ. Roche Diagnostics phát triển công nghệsmarticles giới thiệu các vi khuẩn tái tổ hợp với các đầu dò DNA.Do đó, một liên kết cụ thể của các đầu dò DNA bên trong các tế bào vi khuẩn dẫn đến biểu thức luciferase. Biểu thứcluciferase tạo ra ánh sáng, được sử dụng để định lượng số lượng tế bào vi khuẩn và thực hiện AST nhanh chóng.Thời gian thực tế là một cách tiếp cận phân tử khác, định lượng các bản sao DNA của vi khuẩn và tương quan giá trị này với sự phát triển của vi khuẩn trong một mẫu. Kỹ thuật này có mục đích bảo tồn cao các khu vực DNA nhiễm sắc thể để đảm bảo tính đặc hiệu của các loài và đã áp dụng cho các tổ hợp kháng sinh và các loài vi khuẩn khác nhau.

Mặc dù các thử nghiệm sinh hóa dựa trên axit nucleic, như PCR thời gian thực tế, có thể cho kết quả nhanh hơn so với các kỹ thuật hiện tại, nhưng nó có một số nhược điểm như dựa vào nồng độ vi khuẩn cao để trích xuất đủ DNA, các bước xử lý mẫu thủ công như lọc tế bào vi khuẩn để chiết xuất axit nucleic. Các bước thủ công này làm cho việc điều chỉnh lâm sàng của các công nghệ này trở nên khó khăn, trong đó yêu cầu thời gian thử nghiệm tự động nhanh chóng. Hơn nữa, DNA chiết xuất chứa DNA từ cả tế bào sống/chết dẫn đến tỷ lệ dương tính giả cao hơn đối  với các kỹ thuật này. Nhược điểm khác bao gồm các trình tự cần thiết đã nêu, sự không đồng nhất vi mô trong RNA 16s trong một loài, thiếu mối tương quan giữa kháng kiểu gen và kiểu hình và không có khả năng thực hiện các thử nghiệm trên các mẫu lâm sàng.

Các dấu hiệu sinh hóa khác, như ATP và NADHđã được nghiên cứu như là dấu hiệu sinh học AST với khuếch đại điện hóa. Các dấu hiệu sinh hóa này là các chỉ số về hoạt động trao đổi chất của vi khuẩn, do đó cung cấp thông tin quan trọng về khả năng sống của vi khuẩn. Mặc dù một số kỹ thuật này có khả năng cung cấp AST nhanh chóng trong vòng vài giờ, những kỹ thuật này hiện thiếu độ nhạy để thực hiện AST ở nồng độ kháng sinh thấp hơn và giới hạn pha loãng. Hơn nữa, ứng dụng phổ biến của các phân tử thăm dò cho nhiều chủng và kháng sinh cũng là vấn đề chưa được giải đáp. Mặc dù có nhiều hứa hẹn, nhưng cách tiếp cận mới nổi này cần đượcnghiên cứu và đánh giá sâu hơn.

Công nghệ cho tương lai

Các tổ chức thương mại đang tích cực theo đuổi công nghệ mới nổi kỹ thuật AST nhanh chóng chỉ trong vòng vài giờ như đã đề cập ở trên. Hơn nữa, một số công nghệ có thể được áp dụng trực tiếp với các mẫu bệnh nhân mà không cần xử lý mẫu sơ bộ. Tuy nhiên, việc rút ngắn thời gian thử nghiệm và áp dụng đối với các sinh vật phát triển chậm sẽ đòi hỏi các cách tiếp cận sáng tạo. Chúng tôi bàn về các công nghệ trong tương lai có thể đáp ứng các yêu cầu này dưới đây.

Microcantilevers gần đây đã được sử dụng để thực hiện AST nhanh chóng, theo đó các tế bào vi khuẩn được gắn vào một microcantilever và độ lệch của microcantilever liên quan đến các vi mô của tế bào vi khuẩn, phát hiện tín hiệu chuyển hóa của vi khuẩn. Cách tiếp cận này đã dẫn đến AST trong vòng hai giờ đối với các chủng escherichia coli và staphylococcus aureus về các loại kháng sinh khác nhau. Mối tương quan giữa các vi chuyển động và khả năng sống sót (chuyển hóa) đã được nghiên cứu cho cả tế bào nhân sơ và tế bào nhân chuẩn. Mặc dù nhạy cảm, vi chuyển động của các tế bào vi khuẩn tạo ra độ lệchcủamicrocantileverbị ảnh hưởng bởi chất lỏng chảy và các báo cáo gần đây cũng chỉ ra rằng việc chuyển kháng sinh không hiệu quả sang các tế bào vi khuẩn bất động trong điều kiện dòng chảy tầng. Hơn nữa, độ lệch của cantilever nhạy cảm là do vi khuẩn gây ra.

Các tế bào được gắn vào đỉnh, do đỉnh nhỏ nên hạn chế số lượng tế bào vi khuẩn được thấm trên bề mặt, có khả năng cản trở việc áp dụng kỹ thuật để giảm nồng độ vi khuẩn có trong các mẫu lâm sàng. Không rõ cách tiếp cận này có thể được áp dụng trực tiếp vào ma trận phức tạp của các mẫu lâm sàng và hệ thống đa bào hay không. Giả sử các tế bào nhân chuẩn cũng có thể gây ra dao động cantilever, việc chuẩn bị mẫu cho kỹ thuật này có thể yêu cầu tách tế bào vi khuẩn từ ma trận phức tạp cùng với việc ủ tế bào vi khuẩn lâu hơn để gắn bề mặt cảm biến, đặc biệt là đối với các mẫu bệnh nhân có tải lượng vi khuẩn thấp.

Kỹ thuật theo dõi và hình ảnh plasmonic (PIT) đã được sử dụng để theo dõi chuyển động 3D của các tế bào vi khuẩn đơn lẻ liên quan đến khả năng trao đổi chất, do đó dẫn đến AST nhanh chóng. Thiết lập PIT được xây dựng trên kính hiển vi quang học đảo ngược, trong đó ánh sáng từ phát quang diode hướng vào chip cảm biến được làm từ màng thủy tinh mạ vàng với các tế bào vi khuẩn cố định. Một vàihình ảnh chụp nhanh của plasmonic cho thấy sự dao động lớn trong độ tương phản hình ảnh của một tế bào vi khuẩn. Sự dao động tương phản hình ảnh là do sự di chuyển của tế bào vi khuẩn bình thường đối với bề mặt cảm biến (hướng Z), do sự trao đổi chất của vi khuẩn.

Ngoài ra, PIT đã được hiển thị để theo dõi chuyển động 3D của các tế bào vi khuẩn đơn lẻ và các bào quan dưới tế bào trong 3D với độ phân giải không gian <5nm và <1 mili giây (ms). Khả năng chưa từng có này cho phép theo dõi nhanh 3D đồng thời theo dõi sự di chuyển của nhiều tế bào vi khuẩn, cung cấp định lượng thông lượng cao của AST cùng với khả năng phát hiện tế bào đơn. Ngoài ra, PIT có khả năng được sử dụng để phân giải không gian và xác định các tế bào vi khuẩn ngay cả trong một ma trận phức tạp của nước tiểu, huyết thanh và các mẫu dịch cơ thể khác, rất quan trọng để phát triển PIT thành một giải pháp thực sự để kiểm tra các mẫu bệnh nhân thực tế.

Các công nghệ trong tương lai đo chuyển động nano của vi khuẩn là thước đo chuyển hóa của vi khuẩn để thử nghiệm tính nhạy cảm với kháng sinh.

a) Ảnh chụp vi khuẩn z-micro-motion. Các bảng a1 - a4 hiển thị hình ảnh vi sai thời gian được chụp ở các thời điểm khác nhau cho thấy độ tương phản của vi khuẩn so với nền. Sự quan sát của độ tương phản nhỏ là do các chuyển động vi mô của các tế bào vi khuẩn sống.  

b) Chuyển vị Z so với thời gian - Các vị trí có độ tương phản tối thiểu (a1 và a3) tương ứng với vị trí z của vi khuẩn ở xa bề mặt. Vị trí của độ tương phản tối đa (a2) tương ứng với vị trí z gần bề mặt nhất. a3

 

c) Sơ đồ chuyển vị z của một tế bào vi khuẩn đã chết (không có chuyển động) cho thấy, độ lệch chuẩn là 0,15nm. In lại với sự cho phép từ Syal K, Iriya R, Yang Y, Yu H, Wang S, Haydel SE, et al. Thử nghiệm độ nhạy cảm với kháng sinh với hình ảnh plasmonic và theo dõi các chuyển động của vi khuẩn đơn lẻ trên thang đo nanometer. ACS Nano 2015; 10: 845-852 Bản quyền 2017 Hiệp hội Hóa học Hoa Kỳ.

Kỹ thuật flow cytometry (FC) đo lường các thay đổi về hình thái, số lượng tế bào và khả năng tồn tại thông qua ghi nhãn để thực hiện AST. Sau khi sử dụng thuốc nhuộm để nhuộm các tế bào sống, các tế bào riêng lẻ chảy qua một kênh vào vùng đọc, trong đó sử dụng tán xạ ánh sáng để đo hình thái và phổ kích thích/phát xạ của các tế bào được sử dụng để đánh giá số lượng và khả năng sống của tế bào. Nhiều nghiên cứu đã chỉ ra ứng dụng công nghệ này sử dụng nhiều loại thuốc nhuộm áp dụng cho nhiều loại vi khuẩn và kháng sinh tổng hợp. AST với 2-3 giờ, chưa phải là một kỹ thuật được sử dụng rộng rãi.

Nhược điểm có thể là không thích hợp sử dụng trong các mẫu bệnh nhân phức tạp, nhuộm màu không hiệu quả, tự phát huỳnh quang, không có khả năng phân biệt tổn thương tế bào do kháng sinh diệt khuẩn hoặc vi khuẩn và thiếu cơ sở dữ liệu lâm sàng để xác nhận.

 

Nhiệt lượng vi lượng đẳng nhiệt (IMC) là một kỹ thuật mới để đo nhiệt tích lũy và tạo ra các đường cong nhiệt của tế bào vi khuẩn đang phát triển. Đường cong nhiệt của vi khuẩn đang phát triển tương tự như đường cong tăng trưởng được đo bằng các công cụ phát hiện độ đục tiêu chuẩn là ~ 104cfu/ml, cách tiếp cận cho phép AST nhanh hơn. IMC tạo ra kết quả AST trong vòng 3 giờ bằng cách sử dụng mẫu nước tiểu bệnh nhân và đã có hiệu quả với các loài vi khuẩn khác nhau, bao gồm mycobacterium tuberculosis, E. coli và S. aureus. Mặc dù công cụ phân tích mới này sử dụng một dấu hiệu mới về chuyển hóa vi khuẩn để thực hiện AST, các đường cong nhiệt không tương quan với các kỹ thuật tiêu chuẩn hiện tại và không rút ngắn thời gian để tạo ra MIC do phụ thuộc vào các công cụ nuôi cấy.

Những khác biệt khác như sự chậm trễ khi khởi phát nhiệt có thể phát hiện do không đủ số lượng vi khuẩn và thiếu chuyển hóa ở cấp độ tế bào, nên đượcbiết các đường cong nhiệt làm hạn chế sử dụng lâm sàng hiện tại. Công cụ mới này cần được nghiên cứu sâu hơn để đáp ứng sự mong đợi về kỹ thuật AST nhanh chóng hiện tại.

Kết luận

Các công nghệ AST thủ công và tự động hiện nay là xương sống của các phòng thử nghiệm vi sinh lâm sàng hiện tại. Với đặc tính dễ sử dụng, chi phí tương đối thấp để thực hiện AST và tỷ lệ phổ biến trên toàn cầu, chúng sẽ không thể thiếu trong tương lai gần. Chúng tôi dự đoán rằng, các công nghệ cải tiến mới nổi như MADM, PIT và IMC sẽ theo sau các công cụ AST mạnh hơn để chẩn đoán lâm sàng nhanh chóng. Trong tương lai,các công cụ đo lường hoạt động trao đổi chất của vi khuẩn trong thời gian thực tế mà không nuôi cấy sẽ là một bước nhảy vọt lượng tử từ các công nghệ AST thương mại hiện có.

Những công cụ này sẽ cho phép AST trong một giờ, trong khoảng thời gian khám lâm sàng ngoại trú. Các công cụ AST nhanh và thời gian thực tế như vậy không chỉ giúp cứu sốngcon người mà còn có khả năng cho phép điều trị kháng sinh chính xác khi khởi phát bệnh, có khả năng làm chậm quá trình tiến triển của kháng kháng sinh và cải thiện khả năng quản lý kháng sinh. Do tình trạng kháng kháng sinh ngày càng lan rộng, chúng ta phải phát triển các công nghệ tiên tiến cho phép AST nhanh chóng trong vòng một giờ, có thể áp dụng cho các chất lỏng được thu thập trực tiếp từ bệnh nhân và áp dụng đối với các vi khuẩn phát triển chậm và không thể nuôi cấy.

TÀI LIỆU THAM KHẢO

1. States U. Antibiotic resistance threats. Published Online First: 2013.

http://www.cdc.gov/drugresistance/threat-report-2013/pdf/ar-threats-2013-508.pdf.

2. Van Boeckel TP, Gandra S, Ashok A, Caudron Q, Grenfell BT, Levin SA. et al. Global antibiotic consumption 2000 to 2010: An analysis of national pharmaceutical sales data. Lancet Infect Dis. 2014;14:742–750. [PubMed]

3. Laxminarayan R, Duse A, Wattal C, Zaidi AKM, Wertheim HFL, Sumpradit N. et al. Antibiotic resistance — the need for global solutions. Lancet Infect Dis. 2013;3099:1057–1098. [PubMed]

4. Zurek L, Ghosh A. Insects represent a link between food animal farms and the urban environment for antibiotic resistance traits. Appl Environ Microbiol. 2014;80:3562–3567. [PMC free article] [PubMed]

5. Daniels R. Surviving the first hours in sepsis: Getting the basics right (an intensivist's perspective) J Antimicrob Chemother. 2011;66:11–23. [PubMed]

6. Barenfanger J, Drake C, Kacich G. Clinical and financial benefits of rapid bacterial identification and antimicrobial susceptibility testing. J Clin Microbiol. 1999;37:1415–8. [PMC free article] [PubMed]

7. Jorgensen JH, Ferraro MJ. Antimicrobial susceptibility testing: a review of general principles and contemporary practices. Clin Infect Dis. 2009;49:1749–55. [PubMed]

8. Wiegand I, Hilpert K, Hancock REW. Agar and broth dilution methods to determine the minimal inhibitory concentration (MIC) of antimicrobial substances. Nat Protoc. 2008;3:163–75. [PubMed]

9. Bauer KA, Perez KK, Forrest GN, Goff DA. Review of rapid diagnostic tests used by antimicrobial stewardship programs. Clin Infect Dis. 2014;59:S134–S145. [PubMed]

10. Humphries RM, Hindler JA. Emerging Resistance, new antimicrobial agents... but no tests! the challenge of antimicrobial susceptibility testing in the current us regulatory landscape. Clin Infect Dis. 2016;63:83–88. [PubMed]

11. Martínez JL, Coque TM, Baquero F. What is a resistance gene ? Ranking risk in resistomes. Nat Publ Gr. 2014;13:116–123. [PubMed]

12. Balouiri M, Sadiki M, Ibnsouda SK. Methods for in vitro evaluating antimicrobial activity: A review. J Pharm Anal. 2016;6:71–79. [PMC free article] [PubMed]

13. Fluit ADC, Visser MR, Schmitz F. Molecular Detection of Antimicrobial Resistance. Clin Microbiol Rev. 2001;14:836–871. [PMC free article] [PubMed]

14. Fleming A. On the antibacterial action of cultures of a penicillium, with special reference to their use in the isolation of B. influenzae. Br J Exp Pathol. 1929;10:226–336. [PubMed]

15. Chotinantakul K, Suginta W, Schulte A. Advanced Amperometric Respiration Assay for Antimicrobial Susceptibility Testing. Anal Chem. 2014;86:10315–10322. [PubMed]

16. McGregor A, Schio F, Beaton S, Boulton V, Perman M, Gilbert G. The MicroScan WalkAway diagnostic microbiology system-an evaluation. Pathology. 1995;27:172–6. [PubMed]

17. Winstanley T, Courvalin P. Expert systems in clinical microbiology. Clin Microbiol Rev. 2011;24:515–556. [PMC free article] [PubMed]

18. Choi J, Yoo J, Lee M, Kim E, Lee JS, Lee S. et al. A rapid antimicrobial susceptibility test based on single-cell morphological analysis. Sci Transl Med. 2014;6:267ra174. [PubMed]

19. Metzger S, Frobel R a, Dunne WM. Rapid simultaneous identification and quantitation of Staphylococcus aureus and Pseudomonas aeruginosa directly from bronchoalveolar lavage specimens using automated microscopy. Diagn Microbiol Infect Dis. 2014;79:160–165. [PubMed]

20. Mohan R, Mukherjee A, Sevgen SE, Sanpitakseree C, Lee J, Schroeder CM. et al. A multiplexed microfluidic platform for rapid antibiotic susceptibility testing. Biosens Bioelectron. 2013;49:118–25. [PubMed]

21. Godin M, Delgado FF, Son S, Grover WH, Bryan AK, Tzur A. et al. Using buoyant mass to measure the growth of single cells. Nat Methods. 2010;7:387–390. [PMC free article] [PubMed]

22. Longo G, Alonso-Sarduy L, Rio LM, Bizzini a, Trampuz a, Notz J. et al. Rapid detection of bacterial resistance to antibiotics using AFM cantilevers as nanomechanical sensors. Nat Nanotechnol. 2013;8:522–6. [PubMed]

23. Etayash H, Khan MF, Kaur K, Thundat T, Farahi RH, Passian A. et al. Microfluidic cantilever detects bacteria and measures their susceptibility to antibiotics in small confined volumes. Nat Commun. 2016;7:12947. [PMC free article] [PubMed]

24. Sinn I, Albertson T, Kinnunen P, Breslauer DN, McNaughton BH, Burns M a. et al. Asynchronous magnetic bead rotation microviscometer for rapid, sensitive, and label-free studies of bacterial growth and drug sensitivity. Anal Chem. 2012;84:5250–6. [PMC free article] [PubMed]

25. Hayden RT, Clinton LK, Hewitt C, Koyamatsu T, Sun Y, Jamison G. et al. Rapid Antimicrobial Susceptibility Testing Using Forward Laser Light Scatter Technology. J Clin Microbiol. 2016;54:2701–2706. [PMC free article] [PubMed]

26. Price CS, Kon SE, Metzger S. Rapid antibiotic susceptibility phenotypic characterization of Staphylococcus aureus using automated microscopy of small numbers of cells. J Microbiol Methods. 2014;98:50–58. [PubMed]

27. Kinnunen P, Sinn I, McNaughton BH, Newton DW, Burns M a, Kopelman R. Monitoring the growth and drug susceptibility of individual bacteria using asynchronous magnetic bead rotation sensors. Biosens Bioelectron. 2011;26:2751–5. [PMC free article] [PubMed]

28. MacH KE, Mohan R, Baron EJ, Shih MC, Gau V, Wong PK. et al. A biosensor platform for rapid antimicrobial susceptibility testing directly from clinical samples. J Urol. 2011;185:148–153. [PMC free article] [PubMed]

29. Ivančić V, Mastali M, Percy N, Gornbein J, Babbitt JT, Li Y. et al. Rapid antimicrobial susceptibility determination of uropathogens in clinical urine specimens by use of ATP bioluminescence. J Clin Microbiol. 2008;46:1213–1219. [PMC free article] [PubMed]

30. Listed] [No Author] Roche gobbles Smarticles. Nat Biotechnol. 2015;33:1012–1012. [PubMed]

31. Chantell C. Multiplexed Automated Digital Microscopy for Rapid Identification and Antimicrobial Susceptibility Testing of Bacteria and Yeast Directly from Clinical Samples. Clin Microbiol Newsl. 2015;37:161–167.

32. Choi J, Jung Y-G, Kim J, Kim S, Jung U, Na H. et al. Rapid antibiotic susceptibility testing by tracking single cell growth in a microfluidic agarose channel system. Lab Chip. 2012;13:280–287. [PubMed]

33. Fredborg M, Andersen KR, Jørgensen E, Droce A, Olesen T, Jensen BB. et al. Real-time optical antimicrobial susceptibility testing. J Clin Microbiol. 2013;51:2047–53. [PMC free article] [PubMed]

34. Fredborg M, Rosenvinge FS, Spillum E, Kroghsbo S, Wang M, Sondergaard TE. Rapid antimicrobial susceptibility testing of clinical isolates by digital time-lapse microscopy. Eur J Clin Microbiol Infect Dis. 2015;34:2385–2394. [PMC free article] [PubMed]

 

35. Kim S, Cestellos-Blanco S, Inoue K, Zare R. Miniaturized Antimicrobial Susceptibility Test by Combining Concentration Gradient Generation and Rapid Cell Culturing. Antibiotics. 2015;4:455–466. [PMC free article] [PubMed]

36. Lu Y, Gao J, Zhang DD, Gau V, Liao JC, Wong PK. Single cell antimicrobial susceptibility testing by confined microchannels and electrokinetic loading. Anal Chem. 2013;85:3971–3976. [PMC free article] [PubMed]

37. Boedicker JQ, Li L, Kline TR, Ismagilov RF. Detecting bacteria and determining their susceptibility to antibiotics by stochastic confinement in nanoliter droplets using plug-based microfluidics. Lab Chip. 2008;8:1265–1272. [PMC free article] [PubMed]

38. Chen CH, Lu Y, Sin MLY, Mach KE, Zhang DD, Gau V. et al. Antimicrobial Susceptibility Testing Using High Surface-to-Volume Ratio Microchannels. Anal Chem. 2010;82:1012–1019. [PMC free article] [PubMed]

39. Mohan R, Sanpitakseree C, Desai A V, Sevgen SE, Schroeder CM, Kenis PJA. A microfluidic approach to study the effect of bacterial interactions on antimicrobial susceptibility in polymicrobial cultures. RSC Adv. 2015;5:35211–35223.

40. Quach DT, Sakoulas G, Nizet V, Pogliano J, Pogliano K. Bacterial Cytological Profiling (BCP) as a Rapid and Accurate Antimicrobial Susceptibility Testing Method for Staphylococcus aureus. EBIOM. 2016;4:95–103. [PMC free article] [PubMed]

41. Kadlec MW, You D, Liao JC, Wong PK. A Cell Phone-Based Microphotometric System for Rapid Antimicrobial Susceptibility Testing. J Lab Autom. 2013;19:258–266. [PubMed]

42. Kinnunen P, McNaughton BH, Albertson T, Sinn I, Mofakham S, Elbez R. et al. Self-assembled magnetic bead biosensor for measuring bacterial growth and antimicrobial susceptibility testing. Small. 2012;8:2477–2482. [PMC free article] [PubMed]

43. Bugrysheva J V, Lascols C, Sue D, Weigel LM. Rapid Antimicrobial Susceptibility Testing of Bacillus anthracis, Yersinia pestis, and Burkholderia pseudomallei Using Laser Light Scattering Technology. J Clin Microbiol. 2016;5:1462–1471. [PMC free article] [PubMed]

44. Burg TP, Godin M, Knudsen SM, Shen W, Carlson G, Foster JS. et al. Weighing of biomolecules, single cells and single nanoparticles in fluid. Nature. 2007;446:1066–1069. [PubMed]

45. Mohan R, Mach KE, Bercovici M, Pan Y, Dhulipala L, Wong PK. et al. Clinical Validation of Integrated Nucleic Acid and Protein Detection on an Electrochemical Biosensor Array for Urinary Tract Infection Diagnosis. PLoS One. 2011;6:e26846. [PMC free article] [PubMed]

46. Rolain JM, Mallet MN, Fournier PE, Raoult D. Real-time PCR for universal antibiotic susceptibility testing. J Antimicrob Chemother. 2004;54:538–541. [PubMed]

47. Schoepp NG, Khorosheva EM, Schlappi TS, Curtis MS, Humphries RM, Hindler JA. et al. Digital Quantification of DNA Replication and Chromosome Segregation Enables Determination of Antimicrobial Susceptibility after only 15 Minutes of Antibiotic Exposure Zuschriften. Angew Chem Int Ed Engl. 2016;128:9709–9713. [PMC free article] [PubMed]

48. Buchan BW, Ledeboer NA. Emerging Technologies for the Clinical Microbiology Laboratory. Clin Microbiol Rev. 2014;27:783–822. [PMC free article] [PubMed]

49. Rogers GB, Marsh P, Stressmann AF, Allen CE. The exclusion of dead bacterial cells is essential for accurate molecular analysis of clinical samples. Eur Soc Clin Infect Dis. 2010;16:1656–1658. [PubMed]

50. Clarridge JE. Impact of 16S rRNA Gene Sequence Analysis for Identification of Bacteria on Clinical Microbiology and Infectious Diseases. Clin Microbiol Rev. 2004;17:840–862. [PMC free article] [PubMed]

51. Martineau F, Picard OISJ, Lansac N, Me C, Roy PH, Ouellette M. et al. Correlation between the Resistance Genotype Determined by Multiplex PCR Assays and the Antibiotic Susceptibility Patterns of Staphylococcus aureus and Staphylococcus epidermidis. Antimicrob Agents Chemother. 2000;44:231–238. [PMC free article] [PubMed]

52. Besant JD, Sargent EH, Kelley SO. Rapid electrochemical phenotypic profiling of antibiotic-resistant bacteria. Lab Chip. 2015;15:2799–2807. [PubMed]

53. Ertl P, Robello E, Battaglini F, Mikkelsen SR. Rapid antibiotic susceptibility testing via electrochemical measurement of ferricyanide reduction by Escherichia coli and Clostridium sporogenes. Anal Chem. 2000;72:4957–4964. [PubMed]

54. Mann TS, Mikkelsen SR. Antibiotic susceptibility testing at a screen-printed carbon electrode array. Anal Chem. 2008;80:843–848. [PubMed]

55. Aghayee S, Benadiba C, Notz J, Kasas S, Dietler G, Longo G. Combination of fluorescence microscopy and nanomotion detection to characterize bacteria. J Mol Recognit. 2013;26:590–5. [PubMed]

56. Lissandrello C, Inci F, Francom M, Paul MR, Demirci U, Ekinci KL. Nanomechanical motion of Escherichia coli adhered to a surface. Appl Phys Lett. 2014:113701–5. [PMC free article] [PubMed]

57. Kasas S, Simone F, Benadiba C, Maillard C, Stupar P, Tournu H. Detecting nanoscale vibrations as signature of life. Proc Natl Acad Sci U S A. 2014;112:378–381. [PMC free article] [PubMed]

58. Syal K, Wang W, Shan X, Wang S, Chen HY, Tao N. Plasmonic imaging of protein interactions with single bacterial cells. Biosens Bioelectron. 2015;63:131–137. [PubMed]

59. Syal K, Iriya R, Yang Y, Yu H, Wang S, Haydel SE. et al. Antimicrobial Susceptibility Test with Plasmonic Imaging and Tracking of Single Bacterial Motions on Nanometer Scale. ACS Nano. 2015;10:845–852. [PubMed]

60. Yang Y, Yu H, Shan X, Wang W, Liu X, Wang S. et al. Label-Free Tracking of Single Organelle Transportation in Cells with Nanometer Precision Using a Plasmonic Imaging Technique. Small. 2015;11:2878–84. [PMC free article] [PubMed]

61. Shan X, Fang Y, Wang S, Guan Y, Chen HY, Tao N. Detection of charges and molecules with self-assembled nano-oscillators. Nano Lett. 2014;14:4151–4157. [PubMed]

62. Yang Y, Yu H, Shan X, Wang W, Liu X, Wang S. et al. Label-Free Tracking of Single Organelle Transportation in Cells with Nanometer Precision Using a Plasmonic Imaging Technique. Small. 2015;11:2878–84. [PMC free article] [PubMed]

63. Álvarez-Barrientos A, Arroyo J, Cantón R, Nombela C, Sánchez-Pérez M. Applications of flow cytometry to clinical microbiology. Clin Microbiol Rev. 2000;13:167–195. [PMC free article] [PubMed]

64. Jepras RI, Paul FE, Pearson SC, Wilkinson MJ. Rapid assessment of antibiotic effects on Escherichia coli by bis-(1,3- dibutylbarbituric acid) trimethine oxonol and flow cytometry. Antimicrob Agents Chemother. 1997;41:2001–2005. [PMC free article] [PubMed]

65. Fredricks BA, DeCoster DJ, Kim Y, Sparks N, Callister SM, Schell RF. Rapid pyrazinamide susceptibility testing of Mycobacterium tuberculosis by flow cytometry. J Microbiol Methods. 2006;67:266–272. [PubMed]

66. Van Belkum A, Dunne WM. Next-generation antimicrobial susceptibility testing. J Clin Microbiol. 2013;51:2018–2024. [PMC free article] [PubMed]

67. von Ah U, Wirz D, Daniels AU. Isothermal micro calorimetry-a new method for MIC determinations: results for 12 antibiotics and reference strains of E. coli and S. aureus. BMC Microbiol. 2009;9:106. [PMC free article] [PubMed]

68. Bonkat G, Braissant O, Widmer AF, Frei R, Rieken M, Wyler S. et al. Rapid detection of urinary tract pathogens using microcalorimetry: Principle, technique and first results. BJU Int. 2012;110:892–897. [PubMed]

69. Howell M, Wirz D, Daniels AU, Braissant O. Application of a microcalorimetric method for determining drug susceptibility in Mycobacterium species. J Clin Microbiol. 2012;50:16–20. [PMC free article] [PubMed]

70. Eigner U, Schmid A, Wild U, Bertsch D, Fahr A. Analysis of the Comparative Workflow and Performance Characteristics of the VITEK 2 and Phoenix Systems Analysis of the Comparative Workflow and Performance Characteristics of the VITEK 2 and Phoenix Systems. J Clin Microbiol. 2005;43:3829–3834. [PMC free article] [PubMed]

71. Horstkotte MA, Knobloch JKM, Rohde H. et al. Evaluation of the BD PHOENIX Automated Microbiology System for Detection of Methicillin Resistance in Coagulase-Negative Staphylococci. J Clin Microbiol. 2004;42:5041–5046. [PMC free article] [PubMed]

72. Price CS, Kon SE, Metzger S. Rapid antibiotic susceptibility phenotypic characterization of Staphylococcus aureus using automated microscopy of small numbers of cells. J Microbiol Methods. 2014;98:50–8. [PubMed]

73. Douglas IS, Price CS, Overdier KH, Wolken RF, Metzger SW, Hance KR. et al. Rapid automated microscopy for microbiological surveillance of ventilator-associated pneumonia. Am J Respir Crit Care Med. 2015;191:566–573. [PMC free article] [PubMed]

74. Choi J, Yoo J, Lee M, Kim E-G, Lee JS, Lee S. et al. A rapid antimicrobial susceptibility test based on single-cell morphological analysis. Sci Transl Med. 2014;6:267ra174. [PubMed]

75. Sin MLY, Mach KE, Wong PK, Liao JC. Advances and challenges in biosensor-based diagnosis of infectious diseases. Expert Rev Mol Diagn. 2014;14:225–44. [PMC free article] [PubMed]

Suckhoecuocsong.vn/Theo Tạp chí Thử nghiệm Ngày nay

Các tin khác